Слюна демонстрирует большую чувствительность при выявлении SARS-CoV-2, чем мазок из носоглотки
Быстрое и точное выявление SARS-CoV-2 крайне важно для контроля пандемии COVID-19. Для точного и быстрого диагностирования тесты: (1) должны обнаруживать даже легкие и бессимптомные инфекции [1]; (2) их результаты должны отражать ход развития заболевания [2]; (3) позволять осуществлять массовый скрининг для оценки распространения заболевания и принятия соответствующих мер по ужесточению или ослаблению режима изоляции. В настоящее время «золотым стандартом» диагностики COVID-19 является обнаружение вируса в мазках из носоглотки с помощью ПЦР в реальном времени. К сожалению, низкая чувствительность, высокие риски для медработников, недостаток объема мазков и средств индивидуальной защиты приводят к необходимости разработки новых диагностических подходов [2]–[6]. Многообещающим кандидатом для диагностики SARS-CoV-2 является слюна, поскольку сбор биоматериала неинвазивен и может выполняться самостоятельно [7]. Кроме того, при выявлении респираторных патогенов, включая эндемические коронавирусы человека, слюна является не менее эффективным биоматериалом, чем мазки. Для подтверждения возможности использования слюны анализировались образцы, взятые из носоглотки и слюны у пациентов с подтверждённым COVID-19 вместе с образцами собранными самостоятельно пациентами с COVID-19 в отделениях. При сравнении эффективности обнаружения SARS-CoV-2 в образцах из носоглотки и слюны каждого пациента было обнаружено, что слюна дает бóльшую чувствительность к обнаружению вируса и отражает более наглядно ход развития заболевания. Более того, данные после самостоятельного сбора слюны пациентами меньше отличались от данных по биоматериалам, полученным специалистом. Таким образом, было показано, что слюна является более эффективной альтернативой взятию мазков из носоглотки и позволяет осуществлять сбор проб самостоятельно в домашних условиях [8], облегчая тем самым массовое тестирование на SARS-CoV-2.
Список использованных ресурсов:
[1] A. Kimball et al., ‘Asymptomatic and Presymptomatic SARS-CoV-2 Infections in Residents of a Long-Term Care Skilled Nursing Facility — King County, Washington, March 2020’, MMWR. Morb. Mortal. Wkly. Rep., vol. 69, no. 13, pp. 377–381, Apr. 2020, doi: 10.15585/mmwr.mm6913e1.
[2] R. Wölfel et al., ‘Virological assessment of hospitalized patients with COVID-2019’, Nature, pp. 1–5, Apr. 2020, doi: 10.1038/s41586-020-2196-x.
[3] W. Wang et al., ‘Detection of SARS-CoV-2 in Different Types of Clinical Specimens’, JAMA, vol. 323, no. 18, pp. 1843–1844, Mar. 2020, doi: 10.1001/jama.2020.3786.
[4] X. Xie, Z. Zhong, W. Zhao, C. Zheng, F. Wang, and J. Liu, ‘Chest CT for Typical 2019-nCoV Pneumonia: Relationship to Negative RT-PCR Testing’, Radiology, p. 200343, Feb. 2020, doi: 10.1148/radiol.2020200343.
[5] J. Zhao et al., ‘Antibody responses to SARS-CoV-2 in patients of novel coronavirus disease 2019’, Clin. Infect. Dis., Mar. 2020, doi: 10.1093/cid/ciaa344.
[6] L. Zou et al., ‘SARS-CoV-2 Viral Load in Upper Respiratory Specimens of Infected Patients’, N. Engl. J. Med., vol. 382, no. 12, pp. 1177–1179, Mar. 2020, doi: 10.1056/NEJMc2001737.
[7] K. K.-W. To et al., ‘Temporal profiles of viral load in posterior oropharyngeal saliva samples and serum antibody responses during infection by SARS-CoV-2: an observational cohort study’, Lancet Infect. Dis., vol. 20, no. 5, pp. 565–574, May 2020, doi: 10.1016/S1473-3099(20)30196-1.
[8] N. Dhiman et al., ‘Effectiveness of Patient-Collected Swabs for Influenza Testing’, Mayo Clin. Proc., vol. 87, no. 6, p. 548, 2012, doi: 10.1016/J.MAYOCP.2012.02.011.
